유화액(emulsion)은 서로 섞이지 않는 두 개 이상의 액체(e.g., 물과 기름)로 이루어진 시스템으로 통상 하나의 액체가 작은 입자를 형성하여 다른 하나의 액체에 분산되어 존재한다. 일반적으로 유화액은 분산된 입자(혹은 지방구)의 크기에 따라 매크로유화액(macroemulsion; 0.5~100 μm), 나노유화액(nanoemulsion; 100~1,000 nm), 마이크로유화액(microemulsion; 2~100 nm)으로 구분하며(Jafari 등, 2008), 그중 나노유화액은 작은 입자 크기로 인하여 생체흡수율이 우수하여 식품, 화장품, 의약 산업 등에서 다양하게 활용되고 있다. 특히 기능성 식품 제조에 있어서 흡수율이 낮은 소재(e.g., curcumin, β-carotene 등)를 나노유화액에 용해･첨가하면 생체흡수율을 증가시킬 수 있어 나노유화액 제조 기술은 건강한 삶을 추구하고자 하는 소비자의 요구를 만족시킬 수 있는 새로운 기술로 떠오르고 있다(Sonneville-Aubrun 등, 2004; McClements 등, 2007; Kim 등, 2007; Velikov와 Pelan, 2008; Acosta, 2009).

나노유화액은 기존의 매크로유화액과 마찬가지로 저장기간에 따라 안정도 특성이 변화하는 것으로 알려져 있다(Tadros 등, 2004; Mason 등, 2006). 그러나 나노유화액은 매크로유화액에 비해 작은 지방구 크기로 인하여 지방구의 응집(flocculation) 및 합일(coalescence)에 대하여는 비교적 안정하며(Tadros 등, 2004), 저장 중 안정도 변화는 주로 작은 지방구 크기의 분산상이 연속상을 거쳐 주변의 큰 지방구로 확산하고 이로 인해 지방구 크기가 전반적으로 증가하는, 소위 오스트발트 숙성 현상을 통해서 나타나게 된다(Kabalnov와 Shchukin, 1992). 따라서 나노유화액의 안정도 특성은 분산상을 이루는 물질의 수용성 정도에 의해 크게 결정된다.

일반적으로 식품 유화액 제조에 사용되는 기름은 주로 대두유, 옥배유, 카놀라유 등으로 대부분 장쇄지방산(long-chain fatty acid)으로 구성되어 있어 점도가 비교적 높은 특성을 보인다(Teeter와 Cowan, 1956). 이러한 높은 점도의 기름은 균질 공정 중 지방구 크기의 감소를 제한하는 요인으로 작용하므로 나노유화액 제조는 주로 단쇄지방산으로 이루어진 중성 기름을 사용한다(Wooster 등, 2008). 하지만 이들은 장쇄지방산으로 구성된 중성 기름보다 수용성이 높아 이를 이용하여 나노유화액을 제조할 경우 전술한 오스트발트 숙성 현상이 증가하며(Kabal’Nov 등, 1987; Li 등, 2009), 이를 억제하기 위한 여러 가지 방법이 제안되어 있다. Tadros 등(2004)은 나노유화액의 오스트발트 숙성을 억제하기 위해 소위 혼합 엔트로피 효과(entropy of mixing effect)를 이용하는 것을 제안하였다. 이는 기존의 단쇄지방산으로 이루어진 기름에 물에 잘 녹지 않는 장쇄지방산의 기름을 일부 혼합하는 복합 유지 시스템의 나노유화액을 제조하는 방법으로 Li 등(2009)의 연구에 오스트발트 숙성 억제 기작이 잘 기술되어 있다. 이 외에 지방구 계면막의 조성을 바꿔 오스트발트 숙성 현상을 억제하는 방법이 있으며(Mun과 McClements, 2006; McClements, 2015), 또한 나노유화액 제조 시 단백질과 복합다당류(e.g., xanthan, guar gum, carrageenan, starch 등)를 함께 첨가하면 지방구의 움직임을 감소시켜 유화액의 안정성을 향상시킬 수 있다(Tesch 등, 2002). 특히 전분에 유화 기능을 부여한 옥테닐호박산 전분(octenyl succinic anhydride modified starch; OSA-starch)은 증점제 및 유화제의 역할을 동시에 수행할 수 있어 나노유화액 제조에 유용한 것으로 알려져 있다(Tesch 등, 2002).

최근 OSA-starch를 이용하는 나노유화액 제조에 관한 연구를 보면, Mao 등(2009)은 유청단백질 또는 OSA-starch로 안정화된 나노유화액의 안정성 평가에 있어서 OSA-starch의 경우가 더 우수한 것으로 보고하였으며, 이는 나노유화액에 상대적으로 높은 점도를 부여하는 OSA-starch의 특성에 기인한 것으로 판단하였다. Preetz 등(2008)은 OSA-starch의 정전기적 특성을 이용하여 다층의 막(1st layer: OSA-starch, 2nd layer: chitosan, 3rd layer: λ-carrageen)으로 이루어진 nanocapsule을 제조하였으며, 이를 통해 물에 잘 녹지 않는 기능성 소재의 생체이용성을 증진시킬 수 있을 것으로 기대하였다. 또한, β-carotene 보호 효과에 대한 Liang(2013)의 나노유화액 제조 연구에 따르면, 사용된 OSA-starch의 분자 밀도(molecular density)가 높을수록 나노유화액 지방구 중에 존재하는 β-carotene의 안정도는 우수하였으며, 이는 분자 밀도의 증가와 더불어 지방구의 계면막 두께가 증가하고 이에 따라 외부의 위해 요인으로부터 β-carotene을 효과적으로 보호할 수 있기 때문이라고 하였다. 이처럼 OSA-starch를 활용한 나노 식품소재 개발에 관한 연구는 다수 진행된 바 있으나, 놀랍게도 OSA-starch 나노유화액 제조에 관한 기초적 연구 즉, 제조 조건 변화에 따른 OSA-starch 나노유화액의 특성 연구, OSA-starch에 긍정적으로 작용하는 보조 유화제 탐색 등 관련 기초 연구는 거의 수행되지 않았다. 따라서 본 연구에서는 나노유화액 제조에 있어서 OSA-starch 농도와 균질압력 변화에 따른 유화액 특성을 조사하고, 이와 더불어 보조 유화제(레시틴) 첨가가 나노유화액의 지방구 크기 및 안정도에 미치는 영향을 조사하고자 하였다.

재료

본 연구에서 사용된 OSA-starch는 (주)대상(Seoul, Korea)에서 구입하였고, medium chain triglyceride(MCT oil)는 (주)일신웰스(Cheongju, Korea), Bis-tris는 Sigma-Aldrich Co.(St. Louis, MO, USA), sodium azide는 Junsei Chemical Co.(Tokyo, Japan) 그리고 보조 유화제(co-surfactant) 레시틴은 (주)일신웰스로부터 구입하여 사용하였다. 증류수는 초순수 장치(MILLI-Q Biocel, Millipore, Billerica, MA, USA)에서 얻은 3차 증류수였으며, 그 밖에 실험에 사용한 모든 시약은 일급 이상의 등급이었다.

유화액 제조

본 실험에서는 다음의 3종류 유화액을 제조하여 실험재료로 하였다. 첫째, OSA-starch 농도 변화에 따른 유화액은 OSA-starch를 20 mM bis-tris buffer 용액에 첨가하여 80°C 항온수조(HB-250SW, Hanbaek Co., Ltd., Bucheon, Korea)에서 30분 동안 용해한 후 방랭하고 MCT oil을 첨가하였다. 이 혼합액은 Silverson mixer(L4RT, Silverson Machine, Chesham, UK)를 사용하여 8,000 rpm에서 예비 유화하고(15 min) 고압균질기(M-110Y, Microfludics, Newton, MA, USA)를 사용하여 20,000 psi에서 5회 균질화하여 제조하였다(0.5~2.0 wt% OSA-starch, 5 wt% MCT oil, pH 7, 0.02 wt% sodium azide). 둘째, 균질압력 변화에 따른 유화액은 유화액 중 OSA-starch 농도를 2.0 wt%로 고정하고 위와 동일한 조건으로 제조하되 균질압력을 변화(5,000~20,000 psi)하여 최종 유화액을 제조하였다(2.0 wt% OSA-starch, 5 wt% MCT oil, 5,000~20,000 psi 균질압력, pH 7, 0.02 wt% sodium azide). 셋째, 보조 유화제(레시틴) 첨가 유화액은 OSA-starch 농도를 2.0 wt%로 고정하고 레시틴 농도를 변화하여 첨가한 후 혼합하고 균질화(20,000 psi)하여 제조하였다(2.0 wt% OSA-starch, 1.0~3.0 wt% lecithin, 5 wt% MCT oil, pH 7, 0.02 wt% sodium azide).

지방구 크기 변화

유화액 중 지방구 크기는 다중산란을 방지하기 위해 적정 농도로 희석한 후 나노입도분석기(Nano ZS, Malvern Instrument Ltd., Malvern, UK)를 이용하여 측정하였으며 결과는 Z-average로 나타내었다(Hunter, 2001; McClements, 2007). 저장기간에 따른 지방구 크기 변화 조사는 시료 유화액을 4주 동안 상온 저장하면서 1주 간격마다 일정량의 유화액을 취하여 분석하였다.

통계처리

본 실험의 결과는 평균값과 표준편차(n=3)로 나타내었고, SAS(Statistical Analysis System) 통계프로그램(version 9.4, SAS Institute, Cary, NC, USA)을 이용하여 평균값 간의 유의성 검정을 ANOVA로 분석한 후 Duncan’s multiple range test를 실시하였다(P<0.05).

OSA-starch 농도와 균질압력에 따른 지방구 크기의 변화

OSA-starch 농도(0.5~2.0 wt%)와 균질압력(5,000~20,000 psi) 변화에 따른 나노유화액의 지방구 크기를 Fig. 1에 나타내었다. 전반적으로 지방구 크기는 OSA-starch 농도와 균질압력이 증가할수록 시료 간에 유의적으로 감소하는 경향을 나타내었다(P<0.05). 균질압력을 20,000 psi로 고정한 경우(Fig. 1A) OSA-starch 0.5 wt% 첨가 유화액의 지방구 크기는 약 245 nm였으며, 농도를 2.0 wt%로 증가하면 약 207 nm로 감소하였다. 또한 OSA-starch 2.0 wt% 농도(Fig. 1B)에서 균질압력 5,000 psi로 처리한 유화액의 지방구 크기는 약 247 nm였으며, 균질압력을 20,000 psi로 증가하면 크기는 207 nm로 감소하였다. 일반적으로 지방구 크기는 유화제 농도와 균질압력이 증가할수록 감소하는 경향을 나타낸다(McClements, 2015). 전자의 경우(유화제 농도 변화) 최종 지방구 크기는 균질 공정 중에 형성된 지방구의 표면에 충분량의 유화제(OSA starch)가 흡착될 때 결정되는데, 첨가한 유화제 농도가 비교적 낮은 경우(e.g., ≤1.0 wt%) 고압 균질조건(i.e., 20,000 psi)의 매우 작은 지방구가 형성되는 dynamic 상황에서 지방구 크기 안정화에 필요한 충분한 양의 유화제가 짧은 시간 내에 흡착되지 않을 수 있다. 한편 첨가된 유화제는 고분자의 특성을 보여 저분자량 유화제보다 지방구 표면에의 흡착 속도가 느리므로 비교적 낮은 OSA-starch 농도에서는 상대적으로 큰 크기의 지방구가 형성되게 된다. 또한 McClements(2015)는 균질압력과 지방구 크기와의 관계에 있어서 균질 공정 중에 유화액에 가해지는 energy density가 지방구 크기 결정에 큰 영향을 미친다고 하였으며, 실제로 Floury 실험 결과도 균질압력이 증가할수록 지방구 크기는 감소하여 본 실험의 결과를 뒷받침하고 있다(Floury 등, 2000).

Fig 1. Fat globule size of OSA-starch nanoemulsions with respect to changes in OSA-starch concentration or homogenization pressure: (a) 0.5∼2.0 wt% OSA-starch, 20,000 psi, (b) 2.0 wt% OSA-starch, 5,000∼20,000 psi. Means with different letters (a- d) above the bars are significantly different at P<0.05 by Duncan’s multiple range test.

보조 유화제(레시틴) 농도에 따른 변화

레시틴의 농도 변화(1.0~3.0 wt%)에 따른 유화액(2.0 wt% OSA-starch, 5.0 wt% MCT oil, 20,000 psi)의 지방구 크기를 Table 1에 나타내었다. 지방구 크기는 레시틴 농도의 증가와 더불어 감소(1.0 wt%: 221.7 nm→3.0 wt%: 153.2 nm)하여 보조 유화제의 영향을 크게 받는 것으로 나타났다. 이는 2.0 wt% OSA-starch를 단독으로 사용한 유화액의 지방구 크기(207.2 nm)보다 상당히 작은 수준으로, OSA-starch와 sodium dodecyl sulfate를 혼합하여 제조한 유화액의 지방구 크기 변화를 연구한 Krstonošić 등(2012)의 연구 결과와 유사한 경향을 나타내고 있다. 일반적으로 OSA-starch 유화액에 있어서 주된 안정화 기작은 steric force로 알려져 있으며(Tesch 등, 2002; Kim 등, 2019), 또한 pH 7에서 레시틴 유화제를 단독으로 사용하여 제조된 유화액의 지방구는 상당한 정도의 음의 제타 포텐셜을 나타냄이 알려져 있다(Wiącek, 2007). 따라서 이 두 유화제(OSA-starch 및 레시틴)를 적당한 농도에서 함께 사용할 경우 지방구 표면에 동시에 흡착(co-adsorption)되고, 지방구 간에는 전술한 OSA-starch에 의한 steric force 외에 추가로 레시틴에 의한 상당한 정도의 정전기적 반발력이 존재할 수 있음을 기대할 수 있다. 따라서 레시틴을 보조 유화제로 첨가할 경우 OSA-starch 나노유화액은 균질 공정 중 지방구의 합일이 억제되어 지방구 크기는 더욱더 작아지는 것으로 추정된다.

Table 1 . Fat globule size of OSA-starch nanoemulsions (2.0 wt% OSA-starch, 5.0 wt% MCT oil, 20,000 psi) according to change in lecithin concentration.

Concentration (wt%)	Lecithin
	Z-average (nm)
1	221.7±4.0a1)2)
2	160.3±2.9b
3	153.2±3.8c

¹⁾Values are mean±SD (n=3)..

²⁾Values with different superscripts within the same column are significantly different at P<0.05..

저장기간에 따른 변화

Fig. 2와 3은 각각 OSA-starch 농도(0.5~2.0 wt%)와 균질압력(5,000~20,000 psi)을 다르게 하여 제조한 유화액을 대상으로 저장기간에 따른 지방구 크기 변화를 나타내고 있다. Fig. 2에 의하면 저장에 따른 지방구 크기 변화는 특히 0.5 wt% OSA-starch 유화액의 경우 저장 초기에 비해 크게 증가하였으며(245.2→384.3 nm), 다른 시료는 비교적 완만한 증가 추세를 나타내었다. MCT 나노유화액의 저장에 따른 지방구 크기 변화는 주로 오스트발트 숙성 현상에 의해 발생하며(Kabal’Nov 등, 1987; Wooster 등, 2008; Li 등, 2009), OSA-starch를 이용하여 나노유화액을 제조한 경우 저분자량 유화제의 경우보다 두껍게 형성된 계면막(Liang 등, 2013; Kim 등, 2019)으로 인해 오스트발트 숙성 현상에 대해 어느 정도 안정한 것으로 알려져 있다(Hategekimana 등, 2014). Fig. 2의 결과는 기본적으로 오스트발트 숙성에 의한 것으로, 특히 0.5 wt% OSA-starch 유화액의 경우 낮은 유화제 농도로 인해 상대적으로 얇은 계면막이 생성되고 따라서 저장기간과 더불어 오스트발트 숙성 현상에 취약하게 되어 지방구 크기가 크게 증가한 것으로 추정하였다. Fig. 3의 결과는 균질압 변화에 따른 OSA-starch 유화액의 저장 안정성을 나타내고 있는데, 5,000 psi 제조 유화액을 제외하고 저장 시간 경과에 따른 지방구 크기 변화는 낮은 수준으로 관찰되었다. 5,000 psi 제조 유화액의 경우 저장 초기 약 250 nm에서 4주 후 약 300 nm까지 지방구 크기가 증가하였다. 본 유화액은 OSA-starch 2.0 wt%를 함유하고 있으므로 Fig. 2에서 언급한 바와 같이 오스트발트 숙성은 어느 정도 배제할 수 있으므로 저장기간에 따른 이러한 변화는 지방구 응집에 의한 변화로 추정할 수 있으나, 공초점 현미경 등을 이용하여 지방구 응집 구조를 확인하는 추가 실험이 필요하다고 사료된다. Fig. 1b에서 언급한 바와 같이 5,000 psi 제조 유화액은 다른 균질압력에서 제조한 경우보다 지방구 크기가 상대적으로 크므로 더 용이하게 응집이 발생할 가능성이 높다(McClements, 2015). Fig. 4는 보조 유화제(레시틴)를 첨가하여 제조한 유화액(2.0 wt% OSA-starch, 5.0 wt% MCT, 20,000 psi)을 대상으로 저장기간에 따른 지방구 크기 변화를 나타낸 결과이다. Fig. 4에 나타낸 바와 같이 레시틴을 보조 유화제로 첨가하면 첨가 농도와 관계없이 저장기간에 따라 매우 낮은 수준의 크기 변화가 관찰되었다[e.g., 3.0 wt%: 153.2(초기)→172.9(4주) nm]. 이는 Table 1에서 언급한 바와 같이 지방구 간에 steric force 및 정전기적 반발력이 충분히 작동된 결과로 사료되었다.

Fig 2. Changes in fat globule size of OSA-starch nanoemulsions (0.5 wt%∼2.0 wt% OSA-starch, 5 wt% MCT oil, 20,000 psi) during storage.

Fig 3. Changes in fat globule size of 2.0 wt% OSA-starch nanoemulsions (5.0 wt% MCT oil, 5,000∼20,000 psi) during storage.

Fig 4. Changes in fat globule size of 2.0 wt% OSA-starch nanoemulsions (5 wt% MCT oil, 20,000 psi) containing 1.0∼3.0 wt% lecithin during storage.

본 연구는 OSA-starch 나노유화액을 제조함에 있어 OSA-starch 첨가 농도(0.5~2.0 wt%), 균질압력(5,000~20,000 psi) 및 보조 유화제(레시틴) 첨가 농도 변화(1.0~3.0 wt%)에 따른 유화액의 특성(i.e., 지방구 크기, 저장 안정도)을 조사한 연구 결과이다. 유화액의 지방구 크기는 OSA-starch 첨가 농도 및 균질압력의 증가와 더불어 감소하였고[(0.5 wt% OSA-starch: 245.1 nm→2.0 wt% OSA-starch: 207.2 nm), (5,000 psi: 247.3 nm→20,000 psi: 207.2 nm)], 레시틴의 농도를 달리하여 2.0 wt% OSA-starch와 함께 제조한 유화액의 경우, 첨가 농도 증가와 더불어 지방구 크기는 더욱 감소하는 것으로 관찰되었다(레시틴 1.0 wt%: 221.7 nm→3.0 wt%: 153.2 nm). 또한, OSA-starch 나노유화액의 저장 안정성을 평가하기 위해 상온에서 4주 동안 저장 실험을 진행하였으며, OSA-starch를 단독 유화제로 사용하였을 경우 특히 낮은 첨가 농도에서 유화액의 저장 안정도가 낮게 나타났다(e.g., 0.5 wt%: 초기 237.1→ 4주 후 384.27 nm). 반면, 레시틴을 함께 사용하여 제조한 유화액(2.0 wt% OSA-starch, 5.0 wt% MCT oil, 20,000 psi)의 경우 모든 레시틴 첨가 농도에서 저장기간에 따른 지방구 크기 변화는 크지 않는 것으로 나타났다. 이는 유화제 레시틴을 사용함으로써 지방구 계면에 견고한 막을 형성시켜 지방구 간에 steric force 및 정전기적 반발력이 증대되어 나타난 결과로 사료되었다. 결론적으로 OSA-starch를 사용하여 나노 크기의 유화액을 제조하기 위해서는 레시틴을 함께 사용하는 것이 바람직하며(2.0 wt% OSA-starch 유화액: 207.2 nm, 2.0 wt% OSA-starch＋3.0 wt% 레시틴 유화액: 153.2 nm), 특히 레시틴을 2.0 wt% 이상 첨가했을 경우 OSA-starch 단독 사용 유화액보다 지방구 크기가 작고 매우 양호한 저장 안정성을 나타내었다.